質粒的提取方法
從具體操作方法分可以分為堿裂解法、煮沸法、牙簽法等。
在氫氧化鈉（pH12.0-12.6堿性環境）和去污劑SDS的作用下，細菌蛋白質變性，細胞破裂，細菌染色體DNA變性，雙鏈DNA氫鍵斷裂，DNA雙螺旋結構遭破壞而發生變形。
但由于質粒DNA相對分子質量較小，公價閉環的DNA雖然變性但仍處于拓撲纏繞狀態，呈環狀超螺旋結構，即使在高堿性pH條件下，兩條互補鏈也不會完全分離。
將pH調至中性并有高鹽存在的條件下，變性質粒DNA又恢復到原來的構型，而大部分染色體DNA和蛋白質難以復性，與細胞碎片、蛋白質、SDS等形成不溶性復合物。
通過離心沉淀，細胞破碎、染色體DNA及大部分蛋白質等可被出去，而質粒DNA及相對分子質量較小的RNA仍為可溶狀態。混雜的RNA可用RNA酶消除，再用酚／氯仿處理，可除去殘留蛋白質。在鹽和乙醇存在的條件下，進一步離心沉淀質粒DNA。
擴展資料
分類：
根據質粒能否通過細菌的接合作用，可分為接合性質粒和非接合性質粒。接合性質粒帶有與接合傳遞有關的基因。非接合質粒在一定條件下通過與其共存的接合質粒的誘動或轉導而傳遞。
根據質粒在細菌內的復制類型可分為兩類：嚴緊控制型和松弛控制型。嚴緊控制復制型質粒的復制酶系與染色體DNA復制共用，只能在細胞周期的一定階段進行復制，當細胞染色體停止復制時，質粒也就不再復制。
松弛控制復制型的質粒的復制酶系不受染色體DNA復制酶系的影響，在整個細胞生長周期中隨時都可以復制，在染色體復制已經停止時質粒仍能繼續復制。
根據質粒的不相容性，可分為不相容性和相容性。不相容性指結構相似、密切相關的質粒不能穩定地共存于同一宿主細菌內的現象，反之為相容性。常用于流行病學的調查。
參考資料來源：百度百科-質粒抽提
質粒的提取原理
質粒提取是指去除 RNA，將質粒與細菌基因組 DNA分開，去除蛋白質及其它雜質，以得到相對純凈的質粒。
目錄
一、質粒提取原理
質粒是細胞內的一種環狀的小分子DNA，是進行DNA重組的常用載體。作為一個具有自身復制起點的復制單位獨立于細胞的主染色體之外，質粒DNA上攜帶了部分的基因信息，經過基因表達后使其宿主細胞表現相應的性狀。在DNA重組中，質?；蚪涍^改造后的質粒載體可通過連接外源基因構成重組體。
從宿主細胞中提取質粒DNA，是DNA重組技術中最基礎的實驗技能。分離質粒DNA有三個步驟：培養細菌使質粒擴增，收集和裂解細菌，分離和純化質粒DNA。
在質粒提取過程中，由于機械力、酸堿度、試劑等的原因，可能使質粒DNA鏈發生斷裂。所以，多數質粒粗提取物中含有三種構型的質粒：共價閉合環狀DNA（cccDNA）： 質粒的兩條鏈沒有斷裂；超螺旋開環DNA（ocDNA）： 質粒的一條鏈斷裂；松弛的環狀分子線形DNA（lDNA）： 質粒的兩條鏈均斷裂；線性分子質粒DNA的分子構型 。
質粒DNA瓊脂塘凝膠電泳模式圖可分為：松弛線性的DNA； 松弛開環的OC構型； 超螺旋的SC構型。由于瓊脂糖中加有嵌入型染料溴化乙錠，因此，在紫外線照射下DNA電泳帶成橘黃色。 道中的SC DNA走在最前沿，OC DNA則位于凝膠的最后邊；道中的L DNA 是經核酸內切限制酶切割質粒之后產生的，它在凝膠中的位置介于OC DNA 和 SC DNA 之間。
二、質粒提取方法
質粒DNA的提取方法主要有堿裂解法、煮沸法、酚氯仿裂解法。跟據不同的實驗目的和儀器設備擇取不同的實驗方案。
(一) 堿裂解法：
此方法適用于小量質粒DNA的提取，提取的質粒DNA可直接用于酶切、PCR擴增、銀染序列分析。方法如下：
1. 接1%含質粒的大腸桿菌細胞于2ml LB培養基。
2. 37℃振蕩培養過夜。
3. 取1.5ml菌體于Ep管，以4000rpm離心3min，棄上清液。
4. 加0.lml溶液I(1％葡萄糖，50mM/L EDTA pH8.0，25mM/L Tris-HCl pH8.0)充分混合。
5. 加入0.2ml溶液 II(0.2 mM/L NaOH，1％ SDS)，輕輕翻轉混勻，置于冰浴5 min 。
6. 加入0.15m1預冷溶液III(5 mol/L KAc，pH4.8)，輕輕翻轉混勻，置于冰浴5 min 。
7. 以10，000rpm離心20min，取上清液于另一新Ep管
8. 加入等體積的異戊醇，混勻后于0℃靜置10min。
9. 再以10，000rpm離心20min，棄上清。
10. 用70％乙醇0.5ml洗滌一次，抽干所有液體。
11. 待沉淀干燥后，溶于0.05mlTE緩沖液中
(二) 煮沸法：
1. 將1.5ml培養液倒入eppendorf管中，4℃下12000g離心30秒。
2. 棄上清，將管倒置于衛生紙上幾分鐘，使液體流盡。
3. 將菌體沉淀懸浮于120ml STET溶液中，渦旋混勻。
4. 加入10ml新配制的溶菌酶溶液(10mg/ml)， 渦旋振蕩3秒鐘。
5. 將eppendorf管放入沸水浴中，50秒后立即取出。
6. 用微量離心機4℃下12000g離心10分鐘。
7. 用無菌牙簽從eppendorf管中去除細菌碎片。
8. 取20ml進行電泳檢查。
(三) 酚氯仿裂解法：
1. 從瓊脂平板上挑取轉化菌陽性克隆，接種到標準LB培養液中（含有卡那霉素30 μg/mL）搖菌12 h；收集1.5 mL菌液，8000 g/min離心3 min，棄上清，沉淀加入200 μL TE，充分混勻；加入400 μL酚氯仿（1∶1體積）混合液，劇烈振動10 s，混勻；12 000 g/min離心5 min，1 mL胰島素注射針收集上清，盡量避免吸入蛋白沉淀層；上清經國產0。22 μm針式濾器過濾1次；向過濾上清液內加入2倍體積無水乙醇，振蕩10 s，12 000 g/min離心5 min；沉淀溶于20 μL的RTE溶液中，37℃水浴。
2. 按PstI內切酶說明書進行酶切反應（37℃，1 h）。 酶切產物10 μL，10 g/L瓊脂糖凝膠電泳。
3. PCR引物根據參考文獻〔1〕設計，預計擴增產物片斷大小為714 bp。
4. 常規制備感受態菌E。coli DH5a，提取質粒DNA常規轉化感受態，涂于含有卡那霉素（30 μ/mL）LB培養平板中，37℃培養，15 h后觀察篩選克隆情況。
三、質粒提取常見問題
(一) 溶液I—溶菌液：
溶菌酶：它是糖苷水解酶，能水解菌體細胞壁的主要化學成分肽聚糖中的β-1,4糖苷鍵，因而具有溶菌的作用。當溶液中pH小于8時，溶菌酶作用受到抑制。
葡萄糖：增加溶液的粘度，維持滲透壓，防止DNA受機械剪切力作用而降解。
EDTA：1. 螯合Mg2＋、Ca2＋等金屬離子，抑制脫氧核糖核酸酶對DNA的降解作用（DNa作用時需要一定的金屬離子作輔基）;2. EDTA的存在，有利于溶菌酶的作用，因為溶菌酶的反應要求有較低的離子強度的環境。
(二) 溶液II－NaOH－SDS液：
NaOH：核酸在pH大于5，小于9的溶液中，是穩定的。但當pH＞12或pH＜3時，就會引起雙鏈之間氫鍵的解離而變性。在溶液II中的NaOH濃度為0.2mo1／L，加抽提液時，該系統的pH就高達12.6，因而促使染色體DNA與質粒DNA的變性。
SDS：SDS是離子型表面活性劑。它主要功能有：1. 溶解細胞膜上的脂質與蛋白，因而溶解膜蛋白而破壞細胞膜。2. 解聚細胞中的核蛋白。3. SDS能與蛋白質結合成為R-O-SO3-…R＋-蛋白質的復合物，使蛋白質變性而沉淀下來。但是SDS能抑制核糖核酸酶的作用，所以在以后的提取過程中，必須把它去除干凈，防止在下一步操作中（用RNa去除RNA時）受到干擾。
(三) 溶液III--3mol／L NaAc（pH4.8）溶液：
NaAc的水溶液呈堿性，為了調節pH至4.8，必須加入大量的冰醋酸。所以該溶液實際上是NaAc-HAc的緩沖液。用pH4.8的NaAc溶液是為了把pH12.6的抽提液，調回pH至中性，使變性的質粒DNA能夠復性，并能穩定存在。而高鹽的3mol／L NaAc有利于變性的大分子染色體DNA、RNA以及SDS-蛋白復合物凝聚而沉淀之。前者是因為中和核酸上的電荷，減少相斥力而互相聚合，后者是因為鈉鹽與SDS－蛋白復合物作用后，能形成較小的鈉鹽形式復合物，使沉淀更完全。
(四) 為什么用無水乙醇沉淀DNA？
用無水乙醇沉淀DNA，這是實驗中最常用的沉淀DNA的方法。乙醇的優點是可以任意比和水相混溶，乙醇與核酸不會起任何化學反應，對DNA很安全，因此是理想的沉淀劑。
DNA溶液是DNA以水合狀態穩定存在，當加入乙醇時，乙醇會奪去DNA周圍的水分子，使DNA失水而易于聚合。一般實驗中，是加2倍體積的無水乙醇與DNA相混合，其乙醇的最終含量占67％左右。因而也可改用95％乙醇來替代無水乙醇（因為無水乙醇的價格遠遠比95％乙醇昂貴）。但是加95％的乙醇使總體積增大，而DNA在溶液中有一定程度的溶解，因而DNA損失也增大，尤其用多次乙醇沉淀時，就會影響收得率。折中的做法是初次沉淀DNA時可用95％乙醇代替無水乙酵，最后的沉淀步驟要使用無水乙醇。也可以用0.6倍體積的異丙醇選擇性沉淀DNA。一般在室溫下放置15－30分鐘即可。
(五) 在用乙醇沉淀DNA時，為什么一定要加NaAc或NaCl至最終濃度達0.1～0.25mol/L？
在pH為8左右的溶液中，DNA分子是帶負電荷的，加一定濃度的NaAc或NaCl，使Na+中和DNA分子上的負電荷，減少DNA分子之間的同性電荷相斥力，易于互相聚合而形成DNA鈉鹽沉淀，當加入的鹽溶液濃度太低時，只有部分DNA形成DNA鈉鹽而聚合，這樣就造成DNA沉淀不完全，當加入的鹽溶液濃度太高時，其效果也不好。在沉淀的DNA中，由于過多的鹽雜質存在，影響DNA的酶切等反應，必須要進行洗滌或重沉淀。
(六) 加核糖核酸酶降解核糖核酸后，為什么再要用SDS與KAc來處理？
加進去的RNa本身是一種蛋白質，為了純化DNA，又必須去除之，加SDS可使它們成為SDS-蛋白復合物沉淀，再加KAc使這些復合物轉變為溶解度更小的鉀鹽形式的SDS-蛋白質復合物，使沉淀更加完全。也可用飽和酚、氯仿抽提再沉淀，去除RNa。在溶液中，有人以KAc代替NaAc，也可以收到較好效果。
(七) 為什么在保存或抽提DNA過程中，一般采用TE緩沖液？
在基因操作實驗中，選擇緩沖液的主要原則是考慮DNA的穩定性及緩沖液成分不產生干擾作用。磷酸鹽緩沖系統（pKa＝7.2）和硼酸系統（pKa=9.24）等雖然也都符合細胞內環境的生理范圍(pH)，可作DNA的保存液，但在轉化實驗時，磷酸根離子的種類及數量將與Ca2＋產生Ca3(PO4)2沉淀；在DNA反應時，不同的酶對輔助因子的種類及數量要求不同，有的要求高離子濃度，有的則要求低鹽濃度，采用Tris-HCl（pKa=8.0）的緩沖系統，由于緩沖液是TrisH+/Tris，不存在金屬離子的干擾作用，故在提取或保存DNA時，大都采用Tris-HCl系統，而TE緩沖液中的EDTA更能穩定DNA的活性。
(八) 如何選擇聚乙二醇（6000）的濃度來沉淀DNA？
采用PEG（6000）沉淀DNA，大小不同的DNA分子所用的PEG的濃度也不同，PEG的濃度低，選擇性沉淀DNA分子量大，大分子所需PEG的濃度只需1％左右，小分子所需PEG濃度高達20％。本實驗選擇性沉淀4.3kb的pBR322質粒DNA，每毫升加入0.4毫升的30％ PEG，其最終PEG濃度為12％。PEG選擇性沉淀DNA的分辨率大約100bp。
(九) 抽提DNA去除蛋白質時，怎樣使用酚與氯仿較好？
酞與氯仿是非極性分子，水是極性分子，當蛋白水溶液與酚或氯仿混合時，蛋白質分子之間的水分子就被酚或氯仿擠去，使蛋白失去水合狀態而變性。經過離心，變性蛋白質的密度比水的密度為大，因而與水相分離，沉淀在水相下面，從而與溶解在水相中的DNA分開。而酚與氯仿有機溶劑比重更大，保留在最下層。
作為表面變性的酚與氯仿，在去除蛋白質的作用中，各有利弊，酚的變性作用大，但酚與水相有一定程度的互溶，大約10％～15％的水溶解在酚相中，因而損失了這部分水相中的DNA，而氯仿的變性作用不如酚效果好，但氯仿與水不相混溶，不會帶走DNA。所以在抽提過程中，混合使用酚與氯仿效果最好。經酚第一次抽提后的水相中有殘留的酚，由于酚與氯仿是互溶的，可用氯仿第二次變性蛋白質，此時一起將酚帶走。也可以在第二次抽提時，將酚與氯仿混合（1:1）使用。
(十) 為什么用酚與氯仿抽提DNA時，還要加少量的異戊酵？
在抽提DNA時，為了混合均勻，必須劇烈振蕩容器數次，這時在混合液內易產生氣泡，氣泡會阻止相互間的充分作用。加入異戊醇能降低分子表面張力，所以能減少抽提過程中的泡沫產生。一般采用氯仿與異戊酵為24：1之比。也可采用酚、氯仿與異戊醇之比為25：24:1（不必先配制，可在臨用前把一份酚加一份24：1的氯仿與異戊醇即成），同時異戊醇有助于分相，使離心后的上層水相，中層變性蛋白相以及下層有機溶劑相維持穩定。
(十一) 為什么要用pH8的Tris水溶液飽和酚？呈粉紅色的酚可否使用？如何保存酚不被空氣氧化？
因為酚與水有一定的互溶，苯酚用水飽和的目的是使其抽提DNA過程中，不致吸收樣品中含有DNA的水分，減少DNA的損失。用Tris調節至pH為8是因為DNA在此條件下比較穩定。在中性或堿性條件下（pH5～7），RNA比DNA更容易游離到水相，所以可獲得RNA含量較少的DNA樣品。
保存在冰箱中的酚，容易被空氣氧化而變成粉紅色的，這樣的酚容易降解DNA，一般不可以便用。為了防止酚的氧化，可加入疏基乙醇和8-羥基喹琳至終濃度為0.1％。8-羥基喹琳是帶有淡黃色的固體粉末，不僅能抗氧化，并在一定程度上能抑制DNa的活性，它是金屬離子的弱螯合劑。用Tris pH8.0水溶液飽和后的酚，最好分裝在棕色小試劑瓶里，上面蓋一層Tris水溶液或TE緩沖液，隔絕空氣，以裝滿蓋緊蓋子為宜，如有可能，可充氮氣，防止與空氣接觸而被氧化。平時保存在4℃或－20℃冰箱中，使用時，打開蓋子吸取后迅速加蓋，這樣可使酚不變質，可用數月。
(十二) 未提出質?；蛸|粒得率較低？
1. 大腸桿菌老化
請涂布平板培養后，重新挑選新菌落進行液體培養。
2. 質?？截悢档?br />
由于低使用低拷貝數載體引起的質粒DNA提取量低，可更換具有相同功能的高拷
貝數載體。
3. 菌體中無質粒
有些質粒本身不能在某些菌種中穩定存在，經多次轉接后有可能造成質粒丟失。
例如，柯斯質粒在大腸桿菌中長期保存不穩定，因此不要頻繁轉接，每次接種時
應接種單菌落。另外，檢查篩選用抗生素使用濃度是否正確。
4. 堿裂解不充分
使用過多菌體培養液，會導致菌體裂解不充分，可減少菌體用量或增加溶液P1、
P2和P3的用量。對低拷貝數質粒，提取時，可加倍使用溶液P1、P2和P3，可能
有助于增加質粒提取量和質粒質量。
5. 溶液使用不當
溶液P2、P3在溫度較低時可能出現渾濁，應置于37℃保溫片刻直至溶解為清亮的
溶液，才能使用。
6. 吸附柱過載
不同產品中吸附柱吸附能力不同，如果需要提取的質粒量很大，請分多次提取。若
用富集培養基，例如TB 或2×YT，菌液體積必須減少；若質?；蛩拗骶欠浅８?br />
的拷貝數或生長率，則需調整LB培養液體積。
7. 質粒未全部溶解（尤其質粒較大時）
洗脫溶解質粒時，可適當加溫或延長溶解時間。
8. 乙醇殘留
漂洗液洗滌后應離心盡量去除殘留液體，樹脂型試劑盒漂洗后應晾干樹脂，再加
入洗脫緩沖液。
9. 洗脫液加入位置不正確
洗脫液應加在硅膠膜中心部位以確保洗脫液會完全覆蓋硅膠膜的表面達到最大洗脫
效率。
10. 洗脫液不合適
DNA只在低鹽溶液中才能被洗脫，如洗脫緩沖液EB (10 mM Tris?Cl, pH 8.5)
或水。洗脫效率取決于pH值。最大洗脫效率在pH7.0-8.5間。當用水洗脫時確保
其pH值在此范圍內，如果pH過低可能導致洗脫量低。洗脫時將滅菌蒸餾水或洗脫
緩沖液加熱至60℃后使用有利于提高洗脫效率。
11. 洗脫體積太小
洗脫體積對回收率有一定影響。隨著洗脫體積的增大回收率增高，但產品濃度降
低。為了得到較高的回收率可以增大洗脫體積。
12. 洗脫時間過短
洗脫時間對回收率也會有一定影響。洗脫時放置一分鐘可達到較好的效果。
(十三) 質粒純度不高？
1. 混有蛋白
不要使用過多菌體。溶液P1、P2、P3處理并離心后溶液應為澄清的，如果還混有
微小蛋白懸浮物，可再次離心去除后再進行下一步驟。
2. 混有RNA
RNa A處理不徹底，請減少菌體用量或加入溶液P3之后室溫放置一段時間。如
果溶液P1已保存6個月以上，請在溶液P1中添加RNa A。
3. 混有基因組DNA
加入溶液P2和P3后應溫和混勻，如果劇烈振蕩，可能把基因組DNA剪切成碎片從
而混雜在質粒中。如果加入溶液P2后過于粘稠，無法溫和混勻，請減少菌體用
量。細菌培養時間過長會導致細胞和DNA的降解，不要超過16 小時。
4. P3溶液加入時間過長
P3溶液加入后，放置時間不要太長，否則有可能會產生小片段DNA污染。
5. 含大量核酸酶的宿主菌
宿主菌含大量核酸酶，在質粒提取過程中降解質粒DNA，影響提取質粒DNA的完
整性，最好選用不含核酸酶的大腸桿菌宿主菌，如DH5α和Top10。
6. 裂解時間過長
加入溶液P2后裂解時間不應超過5分鐘。
7. 質粒的二聚體和多聚體形式
質粒復制過程中形成的，與宿主菌相關，電泳可檢測出。
提取質粒的主要步驟
質粒抽提方法即去除 RNA，將質粒與細菌基因組 DNA分開，去除蛋白質及其它雜質，以得到相對純凈的質粒。
提取質粒DNA的方法有很多種，從提取產量上分可分為微量提取、中量提取、大量提取，從使用儀器上分可分為一般提取和試劑盒方法提取，從具體操作方法分可以分為堿裂解法、煮沸法、牙簽法等，各種不同的方法各有其優缺點，根據不同的實驗目的可以采用合適的提取方法。詳細內容請參考《分子克隆實驗指南》。 另外，復旦大學生化與分子生物學實驗室一篇文章，提供了質粒提取機理的詳細解說。
堿裂解法
人們使用堿與SDS裂解法從E. coli(大腸桿菌)中分離制備質粒DNA已有30多年的歷史。將細菌懸浮液暴露于高pH值的強陰離子洗滌劑中，會使細胞壁破裂，染色體DNA和蛋白質變性，將質粒DNA釋放到上清中。
盡管堿性溶劑使堿基配對完全破壞，閉環的質粒DNA雙鏈仍不會彼此分離，這因為它們在拓撲學上是相互纏繞的。只要OH-處理的強度和時間不要太過，當pH值恢復到中性時，DNA雙鏈就會再次形成。在裂解過程中，細菌蛋白質、破裂的細胞壁和變性的染色體DNA會相互纏繞成大型復合物，后者被十二烷基硫酸鹽包蓋。當用K+取代Na+時，復合物會從溶液中有效地沉淀下來，離心除去變性劑后，就可以從上清中回收復性的質粒DNA。
在SDS存在的條件下，堿水解是一項非常靈活的技術，它對E. coli的所有菌株都適用，并且其細菌培養物的體積可以從1-500mL以上。
煮沸法
煮沸法是將細菌懸浮于含有Triton X-100和能消化細胞壁的溶菌酶的緩沖液中，然后加熱到100℃使其裂解。加熱除了破壞細菌外壁，還有助于解開DNA鏈的堿基配對，并使蛋白質和染色體DNA變性。但是。閉環質粒DNA鏈彼此不會分離，這是因為它們的磷酸二酯骨架具有互相纏繞的拓撲結構。當溫度下降后，閉環DNA的堿基又各就各位，形成超螺旋分子，離心除去變性的染色體DNA和蛋白質，就可從上清中回收質粒DNA。煮沸裂解法對于小于15kb的小質粒很有效，可用于提取少至lmL(小量制備)，多至250mL(大量制備)菌液的質粒，并且對大多數的大腸桿菌菌株都適用。但對于那些經變性劑、溶菌酶及加熱處理后能釋放大量碳水化合物的大腸桿菌菌株，則不推薦使用該法。這是因為碳水化合物很難除去，會抑制限制酶和聚合酶活性。若碳水化合物的量很大，在CsCl-溴化乙錠梯度離心中會使超螺旋質粒DNA帶變得模糊不清。大腸桿菌菌株HBl01及其衍生菌株(其中包括TGl)能產生大量的碳水化合物，不適于用煮沸法裂解。
質粒小提試劑盒
用于大腸桿菌中質粒DNA的小量提取，它結合了優化的堿裂解法，以及方便快捷的硅膜離心技術，具有高效，快捷的特點，能在30min內完成全部操作。利用試劑盒能從1-5mL過夜培養的大腸桿菌菌液中純化得到10-40μg高質量的質粒DNA(OD260/OD280=1.7-1.9)，此質粒DNA可直接用于DNA序列分析，各種酶促反應，PCR以及部分細胞系的轉染等。
質粒如何提取
實驗室用公司試劑盒提取質粒，一般采用的是堿裂解法。比如從大腸桿菌的菌液中提取，基本原理是先加入rna酶，把rna去掉，然后用堿裂解菌體，用酸平衡，并且sds和蛋白質結合形成沉淀，順便把與蛋白結合的基因組dna沉淀下來。最后上清中含有質粒dna，把它過柱洗脫下來溶到水中就完成了質粒的提取。
質粒提取原理
質粒是細胞內的一種環狀的小分子DNA 是進行DNA重組的常用載體 作為一個具有自身復制起點的復制單位獨立于 細胞的主染色體之外 質粒DNA上攜帶了部分的基因信息 經過基因表達后使其宿主細胞表現相應的性狀 在DNA重組中 質?；蚪涍^改造后的質粒載體可通過連接外源基因構成重組體
從宿主細胞中提取質粒DNA 是DNA重組技術中最基礎的實驗技能 分離質粒DNA有三個步驟
培養細菌使質粒擴增 收集和裂解細菌 分離和純化質粒DNA
在質粒提取過程中 由于機械力 酸堿度 試劑等的原因 可能使質粒DNA鏈發生斷裂 所以 多數質粒粗提取物中含有三種構型的質粒 共價閉合環狀DNA（cccDNA）質粒的兩條鏈沒有斷裂 超螺旋開環DNA（ocDNA）質粒的一條鏈斷裂 松弛的環狀分子線形DNA（lDNA） 質粒的兩條鏈均斷裂 線性分子質粒DNA的分子構型
質粒DNA瓊脂塘凝膠電泳模式圖可分為 松弛線性的DNA 松馳開環的OC構型超螺旋的SC構型 由于瓊脂糖中加有嵌入型染料溴化乙錠 因此 在紫外線照射下DNA電泳帶成橘黃色 道中的SC DNA走在最前沿 OC DNA則位于凝膠的最后邊 道中的L DNA是經核酸內切限制酶切割質粒之后產生的 它在凝膠中的位置介于OC DNA和SC DNA之間
質粒提取的注意事項
1、利用氯霉素抑制染色體的復制，而不抑制質粒的復制這一特點，在低拷貝質粒（如pUC19）的培養過程中添加氯霉素可以大大提高得率。
2、RNA 的去除，首先是使用 RNa 消化。在溶液 I 中加入高濃度的 RNa A (100ug/ml)，或者用含 25ug RNa A/ml TE 溶解抽提好的質粒，都可以降低 RNA 殘留，但都不能徹底去除。
3、蛋白質的去除，主要是靠不溶解的 K-SDS-蛋白質復合物的形成。雖然將中和后的體系置于 4C 一段時間，可以形成更多的該不溶復合物，從而使蛋白質殘留更少，但實踐證明這樣做并不是必須的，除非是大量抽提。
首先，質粒的提取可分為質粒小提、質粒中提、質粒大提。目前大多數實驗室都選用試劑盒進行提取，可以根據實驗的不同需求，選擇相應的試劑盒。
質粒小提主要用于用于大腸桿菌中質粒DNA的小量提取，獲得的質粒可以用于常規的載體構建，一般適用于5ml以下菌液。
而質粒中提，在小提的基礎上可以進一步去除菌液中的內毒素，獲得的質?？梢杂糜诩毎D染，常規需要菌液量為10-15ml。質粒大提與中提方法相同，可一次抽提100ml-300ml菌液獲得大量質粒。
擴展資料
質粒提取的原理：質粒抽提的步驟原理即去除RNA，將質粒與細菌基因組DNA分開，去除蛋白質及其它雜質，以得到相對純凈的質粒。最常用的方法是堿裂解法,即在強堿性條件下，質粒DNA和基因組DNA同時從細胞中釋放出來，并發生變性。
在pH中性，并有高鹽濃度存在的條件下，質粒DNA會迅速發生復性，仍為可溶性狀態，染色體DNA之間交聯形成不溶性網狀結構，在去垢劑SDS作用下，染色體DNA與變性蛋白質和細胞碎片結合形成沉淀，通過離心去除沉淀后。
再用酚氯仿抽提進一步純化質粒DNA，用異丙醇或乙醇沉淀可將之純化出來。優點為操作過程簡單，快速，獲得質粒濃度高，目前被廣泛使用。
參考資料來源：百度百科-質粒抽提
